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操作流程 3

安全預防

• 當使用 qEV 柱時采取適當的個人防護措施，比如實驗服，手套和防護鏡。

• 柱子的抗菌溶液包含 0.05% w/v 的疊氮化鈉。大量的疊氮化鈉有毒，所以應該避免皮膚和眼睛的直接接觸。

• 廢棄緩沖液應妥善處理。疊氮化鈉會在銅制管道中累積引起爆炸。

• 生物樣品可能有危險，當使用 qEV 柱時，請教實驗室安全員有關樣品安全操作的要點。

保存

柱子保存在含有抑菌劑（例如 20 %乙醇，或<0.05 % w/v 的疊氮化鈉）的溶液中，存放于+4到+8 °C。抑菌劑可以在沖洗步驟時引入（見囊泡收集后部分）。

使用前

如下圖所示：

• 將柱子固定，使液面水平（確保柱子垂直）

• 不要移除底部滑動蓋

• 小心緩慢地移去頂蓋

柱子的平衡

• 移除底部滑動蓋，并且使用至少 10 mL 洗脫緩沖液（PBS）沖洗柱子。如果不是使用PBS 洗脫，那么至少使用 30 mL 洗脫緩沖液沖洗柱子。記下 5 ml 緩沖液通過尺寸排阻柱通過的時間，這可用于判斷何時需要清洗柱子。

• 確認有充分的平衡時間使柱子溫度介于操作溫度范圍內。

• 不要使柱子變干。頂部的篩板必須保持濕潤。柱子變干會影響其功能。

• 使用當天新配的過濾（0.2 μm）緩沖液避免引入顆粒物污染。

• 為了**的結果，建議購買 Izon Prep and Reagent 試劑盒。

• 如果在操作溫度范圍之外使用，可能會得到錯誤的結果。

樣品的純化

一.樣品的引入的應用

1. 在柱子移除底部滑動蓋之前，用移液槍移除篩板頂部的緩沖液。

2. 加入 500 μL 樣品。

3. 立即移去底部滑動蓋。

4. 立即開始收集 0.5 mL 餾分；

• *開始的六個餾分（3.0 mL）是空隙體積，不包含囊泡，通常無需分析。

• 建議將空隙體積收集在同一個收集管中來節約時間，并可避免 6 個單獨的管子帶來的測量誤差。

5. 當*后的樣品剛剛進入柱子頂部篩板（與之相平），加入更多的緩沖液，但是不要高于頂部篩板 2 mL。

• 等待直到*后一滴樣品剛剛進入柱子頂部篩板，避免樣品稀釋。

二. 樣品餾分收集

當依據操作流程使用 qEV 柱時，EVs 大多數洗脫于餾分 7、8 和 9 中，去除了～99.8 %的蛋白；

大于 10 的餾分包含更多的蛋白和更少的囊泡，不建議分析。為了得到更高的 EV 回收率，餾分可以合并起來，但是，合并餾分會稀釋 EVs 的濃度。

方法 A — 得到**的純度和濃度

不同的樣品會得到不同的洗脫峰形，因此建議預先測量 EV 濃度并對所有餾分（7 - 11）進行蛋白純化。

1. 空隙體積之后立即收集 3 個囊泡餾分，每個餾分 500 μL（餾分 7、8 和 9）。

2. 測量每個餾分的 EV 濃度（使用 Izon qNano）和蛋白純度。

• 為了得到高濃度囊泡，使用** EV 濃度的餾分（通常 7 和 8）。注意：合并餾分會稀釋 EV 濃度。

• 為了得到高純度囊泡，使用*低蛋白濃度的餾分。

方法 B — 一般使用操作

空隙體積之后立即收集一個囊泡餾分，1500μL。為了減少蛋白污染，建議只收集 1000 μL。

三. 囊泡收集后

當收集完囊泡餾分之后，用至少 10 mL 緩沖液沖洗柱子，并按照《保存》部分的要求保存柱子。記下 5 ml 緩沖液通過尺寸流過尺寸排阻柱所需要的時間，這對于檢測何時清洗柱子很有用。流速的改變可能暗示柱子被堵住或被污染。

qEV 柱的維護

再次使用

如何檢測柱子何時被污染并需要清潔；

• 流速相比初始流速開始變緩。因此建議測量初始沖洗流速（和／或空隙體積）作為對比。

• 如果較先前相似的樣品來說回收率明顯下降，那么期望的 EVs 產率也相應下降。如果是這樣，使用 Izon CPC100 校正顆粒（稀釋于 PBS 緩沖溶液中），收集餾分并使用qNano 測量至少 2000 個數。兩個峰值餾分的回收率應該>50%。

• 在沖洗完后，柱子頂端有顏色的變化。

注意

• 對于新的柱子和干凈或再生的柱子，頂蓋和凝膠表面之間的空間說明儲存過程當中凝膠有所沉降，并不影響其性能。為了使

樣品的稀釋影響*小化，可以將頂蓋向下推動<2 mm。

• 當囊泡餾分隨后被用于 PCR 或 RT-PCR 時，建議柱子單次使用。

柱子的再生

通常使用 20 到 30 mL 緩沖液清洗柱子，隨后使用新緩沖液平衡柱子（如果更換環境）。在一些應用中，變性的蛋白或脂質不會在再生步驟中被洗脫下來。可以通過下面的清洗步驟來去除。

柱子的清洗

去除沉淀蛋白、非特異性吸附蛋白和脂蛋白用 10 mL 0.5 M NaOH 清洗柱子，然后用至少 30到 50 mL 緩沖液沖洗柱子，并檢查洗脫溶液pH。

去除強非特異性吸附蛋白、脂蛋白和脂質

用 20 mL 非離子型表面活性劑溶液，如 0.1 %Triton X-100 清洗柱子，然后用至少 20 到 30mL 緩沖液沖洗柱子。

在某些情況下，一些樣品仍會殘留痕量蛋白。在清洗結束時再次檢查蛋白含量，如果蛋白水平高于預期，再清洗一次。

柱子的消毒

消毒可以**程度減少凝膠的微生物污染。用10 mL 0.5 M NaOH 清洗柱子。然后用 30 到 50mL 無菌緩沖液平衡柱子，并檢查洗脫溶液pH。

注意

• 脫氣緩沖液有助于避免凝膠基質中氣泡的產生。少量的氣泡（<10）對柱效影響極小。

• 建議使用 0.15 M 或更高離子強度的緩沖液，以避免溶質與凝膠基質之間產生不必要的離子相互作用。

• 為了避免尺寸排阻柱的堵塞，建議過濾或低速離心生物樣品以去除大顆粒物。

柱子的性能指標

囊泡的峰值洗脫

• 對于 500 μL 的樣品體積，囊泡的洗脫峰值在 4.0 mL ± 0.5 mL。

• 兩個峰值餾分的回收率大約 50 %。

• 對于 500 μL 的樣品，峰值餾分通常在餾分 8 和 9 之中。如果希望更高的純度，可以只收集*早的峰值餾分。

通過測定 280 nm 處的紫外吸收可以得到 qEV柱的蛋白洗脫圖。通過 Bradford 法可以準確測定每個餾分中蛋白的精確含量。圖 1 展示了當500 μL 血漿樣品上樣至柱上時的囊泡洗脫圖。每個餾分的囊泡濃度通過 qNano 測量，蛋白含量通過 280 nm 處的吸收值來測量。

囊泡的富集是十分明顯，它們主要存在于餾分7、8 和 9 中。血清蛋白的洗脫更慢一些，主要存在于餾分 11 - 30 中。大于 10 的餾分通常含有高濃度的蛋白和低濃度的囊泡，不建議用來做分析。

EVs 的洗脫始于餾分 7，餾分 8 和 9 的濃度達到**。收集越多的餾分，EVs 的總回收率越高。

圖 2 血漿中 EVs 的回收率說明了這點。但是，收集的餾分越多，EV 的回收濃度就會越稀釋。見表 1。

上樣體積

上樣體積越大，囊泡餾分中的囊泡純度越低。圖 3 展示了血清上樣體積為 100 μL，500 μL 和2000 μL 時的囊泡分布。2000 μL 的樣品導致囊泡**程度地被蛋白污染。2000 μL 樣品中外泌體的出峰延遲顯而易見。

為了得到更純的 qEV，建議**的樣品體積為100 μL 至 500 μL，這樣囊泡會洗脫于餾分 7 至9 之中。

圖 4 展示了血清上樣體積為 100 μL 和 500 μL 時的囊泡洗脫圖。

囊泡的損失發生在當樣品體積大于 500 μL 時，囊泡的洗脫峰很寬以至于一些囊泡從餾分 11中被洗脫下來。這些餾分不建議用來分析因為包含了大量的干擾蛋白。

純化

圖 5 展示了餾分 7 到 9 之間含有很少量的蛋白，且越后面的餾分中蛋白含量越多。

圖 6 展示了經過 qEV 柱純化后，EVs 相對于蛋白的純化度。每個餾分的純化因子（純化前后蛋白的減少比例）如圖所示。餾分 7 和 8 富集的 EVs *多，也就是相對于回收的囊泡來說大部分蛋白被除去。

qEV 柱純化過程中的稀釋

為研究 qEV 純化過程中對樣本的稀釋，用已知濃度的聚苯乙烯納米顆粒標準品和脂質體來模擬 EVs 的尺寸和組成。

稀釋因子取決于哪些餾分被合并起來。起始體積為 500 μL 的聚苯乙烯納米顆粒標準品（直徑眾數為 400 nm）的總回收率為～100%。

圖 7 說明合并餾分 5 至 11 可以得到 100%的顆粒回收率。這導致稀釋因子為 7，并且收集的餾分含有大量的干擾蛋白，因此不適于實際應用。

表 1 展示了收集不同餾分的稀釋因子以及回收率。

雖然可以獲得 100％的回收率，但是也可以通過測量每一個餾分的顆粒濃度，將濃度**的兩個餾分合并起來。因此回收率與純度之間存在折衷。當將餾分 7 和 8 合并起來時，脂質體實驗的回收率為～50 %，與聚苯乙烯納米顆粒的結果相一致。

依據 EVs 的*終濃度，可以不稀釋餾分，直接用 qNano 來測量每個 餾 分 的濃度。對于qNano，每分鐘 500 到 1600 個顆粒是**速率。如果樣品速率高于這個范圍則需要進行稀釋。

如果依據這個操作步驟來使用 qEV 柱，并且每個餾分的體積很精確的話，EVs 會始終洗脫于餾分 7、8 和 9，而餾分 10 和 11 中的含量很少。

操作溫度

qEV 柱經過嚴格的質量控制，流速大約 1 毫升/分鐘（±0.2 毫升/分鐘）。對于一些樣品來說，操作溫度可能會影響流速，*終影響 EVs的洗脫峰形。

回收率的優化溫度為在 15 °C 和 25 °C 之間 ，因此推薦的操作溫度為 15 - 25 °C 。

大體積樣品的操作 4

對于一些生物流體來說， qEV 純化前，可以通過將樣品預先濃縮來獲得更多的外泌體。根據所使用的樣品和其它制備步驟，此操作步驟可以根據需要相應修改。

1）取定量的細胞培養液，將樣品離心 1500 g，10 分鐘，隨后離心 3000 g，10 分鐘，取上清液。對于細菌細胞來說，則需要更高的離心力。

2）用 Merck Millipore 離心裝置或等同的裝置來濃縮細胞培養液。Amicon Ultra 15 是一種 50mL Falcon 類型裝置，需要很低的離心轉速，*高 4000 g。這樣的話每次離心需要 15 分鐘。這個裝置可以將 15 mL 液體濃縮至 300-500 μL。

3）如果樣品中含有不溶物，在 qEV 純化前10，000 g 離心 10 分鐘，去除沉淀。否則這些沉淀會對后續 TRPS 分析造成影響。

4）樣品經過以上濃縮便可以按照上面第二部分來進行 qEV 純化了。樣品餾分收集見第 2 頁。

qEV 餾分的 TRPS 分析

對于 TRPS 分析來說，Izon Science 推薦使用Izon 試劑盒，這個試劑盒可以用來預涂納米孔并可以在整個操作過程中使用。

在 TRPS 的準備階段和操作階段中，需要過濾所有試劑以避免污染或者大顆粒對 TRPS 濃度測試的干擾。Izon Science 推薦使用當天新配的過膜（0.22 μm 注射器式濾器）試劑。

用 TRPS 分析 qEV 餾分時，Izon Science 推薦將餾分在初始電解液稀釋 1/5 或 1/10。優化稀釋比例，使得**壓力下的通過速率為約每分鐘500-1600 個顆粒，以避免納米孔堵塞。

如果對于 TRPS 分析來說囊泡濃度過低，需要濃縮樣品（見下面）。下面部分介紹 qEV 餾分收集后的樣品濃縮。

qEV 餾分收集后的樣品濃縮

對于小體積樣品或對于少 EVs 的樣品來說，濃縮囊泡可以使分析變得更簡單。下面的方法可以在 0.5 - 1 h 之內濃縮收集到的囊泡。

通過 Merck Millipore Microcon-30 裝置濃縮小體積樣品（需要實驗室離心機達到 14，000 g 的離心力）。可以將 0.5 mL 樣品濃縮至大約 200μL。可以重復濃縮獲得更多的樣品（比如餾分7-9）。

術語表

色譜：一種樣品中成分分離的方法。由固定相和流動相組成，樣品的各組分在兩相之間分配。固定相可以是固體，固體支持液體或凝膠。固定相可被填充在柱中，伸展為固定層或分布為薄膜。流動相可以是氣體或液體。

柱體積：填充材料和空隙體積的體積和（可簡稱為床體積）。

餾分：表示從柱上收集的特定體積，對于給定體積數值恒定。也就是說，餾分 7 的 0.5 毫升是指收集的 3.0 毫升至3.5 毫升中的 0.5 毫升。

脫氣：指將溶液抽真空來“煮”掉多余的溶解氣體，如將燒瓶抽真空。

流速：載液的體積流量，單位為 mL / min。

空隙體積：柱中固定相的總體積；柱子的其余部分由凝膠材料填充。它表示了 SEC 的排除體積。

囊泡餾分：囊泡出現在的餾分。

回收率：囊泡從柱子流出的量與進入柱子的量的百分比。